Histologie/Cytologie - MB150P77A

• Anglický název: Histology/Cytology
• Český název: Histologie/Cytologie
• Zajišťuje: Katedra buněčné biologie (31-151)
• Fakulta: Přírodovědecká fakulta
• Platnost: od 2025
• Semestr: letní
• E-Kredity: 4
• Způsob provedení zkoušky: letní s.:
• Rozsah, examinace: letní s.:3/0, Zk [HT]
• Počet míst: neomezen
• Minimální obsazenost: neomezen
• 4EU+: ne
• Virtuální mobilita / počet míst pro virtuální mobilitu: ne
• Stav předmětu: vyučován
• Jazyk výuky: čeština
• Poznámka: povolen pro zápis po webu
• Garant: prof. RNDr. Jan Černý, Ph.D.
• Vyučující: prof. RNDr. Jan Černý, Ph.D.
• Neslučitelnost : MB110P71, MB150P77E
• Je korekvizitou pro: MB150C27A
• Je neslučitelnost pro: MB150P77E, MB110P71
• Ve slož. prerekvizitě: MB110P75

Anotace

čeština

Základní histologický kurs pokrývající jak metodické přístupy tak faktografii variability buněčných typů mnohobuněčných živočišných těl s důrazem na lidský a myší model. Důraz je kladen na funkční propojení včetně patologických stavům, dynamiky tkáňových soustav.

Poslední úprava: Šebková Nataša, RNDr., Ph.D. (21.03.2019)

angličtina

Basic histological course covering both methodological approaches and factual variability of cell types
of multicellular animal bodies with emphasis on human and mouse model. Emphasis is placed on
functional connections, including pathological conditions, dynamics of tissue systems.

Poslední úprava: Šebková Nataša, RNDr., Ph.D. (25.02.2021)

Literatura

Junqueira's Basic Histology: Text and Atlas by Anthony Mescher

Histology by Michael H. Ross

Wheater's Functional Histology: A Text and Colour Atlas by Barbara Young BSc Med Sc

Poslední úprava: Šebková Nataša, RNDr., Ph.D. (21.03.2019)

Požadavky ke zkoušce

Během zkoušky budou ověřovány znalosti z obsahu jednotlivých přednášek.

Poslední úprava: Šebková Nataša, RNDr., Ph.D. (19.09.2019)

Sylabus

čeština

1. Metody histologického výzkumu

2. Buněčnost - celomika 

3. Epitely, neuroepitely, myoepitel

4. Pojivové tkáně 

5. Svalová tkáň

7. Krev a krevní elelmenty

8. Nervové a gliové buňky

9. Spermatogenese, oogenese, spermie a vajíčko

10. koncept kmenových buněk

11. Tkáňové a orgánové inženýrství

12. Histologie senzorických orgánů

Poslední úprava: Šebková Nataša, RNDr., Ph.D. (21.03.2019)

angličtina

1. Methods of histological research
2. Cellularity – cellomics
3. Epithelium, neuroepithelium, myoepithelium
4. Connective tissues
5. Muscle tissue
6. Blood and blood elements
7. Nerve and glial cells
8. Spermatogenesis, oogenesis, sperm and egg
9. Stem cell concept
10. Tissue and organ engineering
11. Histology of sensory organs

Poslední úprava: Šebková Nataša, RNDr., Ph.D. (25.02.2021)

Výsledky učení

čeština

Histologie/Cytologie VÝSLEDKY UČENÍ

A. Základní principy funkční histologie

Po absolvování předmětu student/ka dokáže:

1. Definovat pojem kmenová buňka a rozlišit její typy podle potence (toti-, pluri-, multi-, oligo-, bi-, unipotentní) a podle původu (embryonální, dospělé, indukované).
2. Vysvětlit princip polarizovaného dělení buněk a popsat význam niche pro udržení kmenového stavu.
3. Vyjmenovat a stručně vysvětlit hlavní „hallmarks“ kmenových buněk (např. telomerázová aktivita, autofagie, mitochondriální silencing, absence cirkadiánní rytmicity).
4. Popsat biologickou logiku buněčného turnoveru v různých tkáních a zdůvodnit, proč některé tkáně vyžadují obnovu založenou na kmenových buňkách.
5. Uvedením příkladů vysvětlit rozdíl mezi multipotentními, oligopotentními, bipotentními a unipotentními kmenovými buňkami (např. hematopoéza, pericyty/MSC, krypta tenkého střeva, CNS, mléčná žláza, thymus, epidermis, spermatogeneze).
6. Vysvětlit princip indukovaných pluripotentních kmenových buněk (iPSC) a popsat roli Yamanakových transkripčních faktorů v jejich reprogramování.
7. Popsat koncept organoidů, uvést příklady jejich využití a vysvětlit, v čem se liší od klasických buněčných kultur.
8. Vysvětlit princip blastocyst complementation na konkrétním příkladu a diskutovat její potenciál pro transplantační medicínu.
9. Definovat pojem microchimerismus, rozlišit jeho typy a vysvětlit, jak lze tento jev experimentálně sledovat (např. pomocí fluorescenčních proteinů).
10. Definovat a ilustrovat příklady fenoménu metaplazie a vysvětlit jeho vztah k adaptaci tkání a patologii.

 

B. Epitely a jejich funkční organizace

Po absolvování předmětu student/ka dokáže:

1. Vyjmenovat hlavní charakteristiky epitelů a vysvětlit, proč jsou epitely funkčně zásadní i při relativně malém podílu na tělesné hmotě.
2. Popsat buněčnou polaritu epitelových buněk a rozlišit apickou a bazolaterální doménu membrány včetně jejich funkčních důsledků.
3. Vysvětlit, proč je bazální lamina nezbytná pro udržení epitelové polarity.
4. Klasifikovat epitely podle vrstevnatosti a tvaru buněk (simple vs. stratified; squamous/cuboidal/columnar) a uvést typické lokalizace jednotlivých typů.
5. Rozlišit a popsat specializované typy epitelů (pseudostratified, transitional, trabecular, reticular) a zdůvodnit jejich funkční logiku.
6. Popsat mesothelium, uvést jeho lokalizaci a vysvětlit příklady epitelové metaplazie (např. kuřácká metaplazie dýchacího epitelu, Barrettův jícen).
7. Porovnat rychlost buněčné obnovy ve vybraných epiteliích a uvést příklad epitelu s nízkou regenerační kapacitou (např. rohovkový endotel).
8. Vysvětlit evoluční a embryonální původ epitelů a diskutovat jejich vztah k dalším buněčným typům (myoepitel, neuroepitel).
9. Popsat procesy EMT/MET a uvést jejich význam v regeneraci, vývoji a nádorové biologii.
10. Rozlišit základní typy apických specializací (mikroklky vs. řasinky) a přiřadit jejich cytoskeletální základ (aktin vs. tubulin).
11. Vysvětlit funkci primární řasinky a uvést příklad ciliopatie (např. Kartagenerův syndrom) včetně základního patofyziologického vysvětlení.
12. Vysvětlit roli epitelů ve vodním transportu a aplikovat princip regulace aquaporinů na konkrétním příkladu (např. ADH v ledvině; diabetes insipidus).
13. Popsat molekulární mechanismus cystické fibrózy jako poruchy epitelového transportu iontů a vody.

 

C. Žlázový epitel a sekrece

Po absolvování předmětu student/ka dokáže:

1. Rozlišit exokrinní a endokrinní žlázy a vysvětlit, jak mohou některé orgány kombinovat obě funkce (např. hepatocyt).
2. Klasifikovat žlázy na unicelulární a multicelulární a uvést příklady včetně funkčního významu.
3. Rozlišit typy sekrece (merokrinní, apokrinní, holokrinní) a přiřadit je ke konkrétním orgánům či situacím.
4. Popsat funkci a distribuci pohárkových buněk ve střevním epitelu a vysvětlit, jak přispívají k bariérové funkci.
5. Vysvětlit specifika mléčné žlázy (typ sekrece, vývoj, involuce/proliferační cyklus) a diskutovat její vztah ke kmenovým buňkám a organoidům.
6. Popsat myoepitelové buňky, uvést jejich lokalizaci a vysvětlit jejich roli ve vypuzování sekretu.
7. Popsat složení slzného filmu a vysvětlit, proč je výsledkem spolupráce více žlázových struktur.

 

D. Trávicí trakt jako kompozitní orgán (Apply + Analyse)

Po absolvování předmětu student/ka dokáže:

1. Popsat vrstvenou stavbu gastrointestinálního traktu a vysvětlit, proč je GIT „kompozitní orgán“.
2. Vyjmenovat hlavní buněčné typy střevního epitelu a popsat jejich funkce (enterocyt, goblet, Paneth, enteroendokrinní buňka, tuft buňka, M buňka aj.).
3. Vysvětlit funkční logiku krypt a klků tenkého střeva a popsat lokalizaci a osud střevních kmenových buněk.
4. Porovnat epitely dutiny ústní, jícnu, žaludku, tenkého a tlustého střeva a rekta z hlediska struktury, mechanické zátěže a absorpční funkce.
5. Vysvětlit princip zvětšení povrchu v GIT a aplikovat jej na konkrétní úseky trávicí trubice.
6. Popsat buněčnou a funkční specializaci žaludeční sliznice a vysvětlit roli parietálních buněk v tvorbě nízkého pH.

 

E. Endotel a cévní stěna

Po absolvování předmětu student/ka dokáže:

1. Popsat stavbu cévní stěny a vysvětlit spolupráci endotelu, hladké svaloviny a vaziva.
2. Uvést příklady avaskulárních tkání (např. rohovka, hyalinní chrupavka) a zdůvodnit, jak je zajištěna jejich výživa.
3. Vysvětlit původ cévních chlopní jako derivátů endotelu.
4. Rozlišit typy fenestrovaného endotelu a uvést příklady (např. játra včetně role Kupfferových buněk).
5. Vysvětlit princip filtrace primární moči jako výsledek spolupráce endotelu a podocytů.
6. Popsat hematoencefalickou bariéru a vysvětlit roli astrocytů v její funkci.
7. Vysvětlit princip angiogeneze při hypoxii (HIF/VEGF) a rozlišit arteriální vs. venózní endotel (ephrin-B2 vs. ephrin-B4).
8. Popsat patogenezi aterosklerózy jako zánětlivého procesu a vysvětlit vznik pěnových buněk a histologické změny cévní stěny.

 

F. Epidermis a kožní deriváty

Po absolvování předmětu student/ka dokáže:

1. Popsat základní vrstvy kůže (epidermis, dermis, hypodermis) a porovnat tenkou a tlustou kůži.
2. Vyjmenovat buněčné typy epidermis, popsat jejich lokalizaci a vysvětlit jejich funkce.
3. Vysvětlit roli unipotentních kmenových buněk v epidermis a popsat diferenciaci keratinocytů do korneocytů včetně časové dynamiky obnovy.
4. Vysvětlit mechanismus perzistence tetování na základě role tkáňových makrofágů.
5. Popsat Merkelovy buňky a vysvětlit jejich vztah k nádorové biologii (včetně Merkel cell polyomavirus).
6. Popsat Langerhansovy buňky a vysvětlit jejich funkci v imunitním dozoru kůže.
7. Vysvětlit původ melanocytů z neurální lišty a popsat regulaci melanogeneze (melanosomy, transport do keratinocytů).
8. Vysvětlit příčiny šedivění a diskutovat roli pH v melanosomech.
9. Rozlišit pigmentové poruchy (např. albinismus, vitiligo, Waardenburg syndromy) a popsat jejich biologický základ na úrovni buněk a genů.
10. Vysvětlit principy kožní mechaniky (papilární lišty, Langerovy linie) ve vztahu k vazivu.
11. Vysvětlit princip cytokeratinopatií a aplikovat jej na příklad epidermolysis bullosa simplex včetně úvahy o možnostech genové terapie.

 

G. Neuroepitely a smyslové systémy

Po absolvování předmětu student/ka dokáže:

1. Vysvětlit, proč je neuroepitel funkčně i vývojově odvozen od polarizovaného epitelu.
2. Uvést příklady exprese „smyslových receptorů“ v nesmyslových tkáních (např. olfaktorické receptory ve spermii, opsiny v melanocytech, chemosenzorické receptory v tuft buňkách).
3. Popsat organizaci čichového neuroepitelu, vysvětlit princip „one receptor per cell“ a popsat projekci axonů do bulbus olfactorius.
4. Vysvětlit princip kombinatorického kódování receptorů v čichu a diskutovat mezidruhové rozdíly.
5. Popsat chuťový neuroepitel (papily, chuťový pohárek, chuťový pór) a rozlišit typy receptorových buněk a receptorů.
6. Popsat funkční morfologii kochley a vysvětlit roli vláskových buněk jako mechanoreceptorů.
7. Vysvětlit princip mechanotransdukce a uvést příklad genetické poruchy sluchu (např. connexin mutace).
8. Popsat funkční logiku oka (rohovka, čočka, iris, retina, pigmentový epitel) ve vztahu ke zpracování světla.
9. Vysvětlit regeneraci 11-cis-retinalu a popsat roli pigmentového epitelu a Müllerových buněk.
10. Rozlišit tyčinky a čípky, vysvětlit původ vnějšího segmentu z řasinky a popsat jejich distribuci v sítnici.
11. Vysvětlit signální transdukci ve fotoreceptorech a diskutovat druhově specifické rozdíly ve vidění (včetně tetrachromacie).

 

H. Svalová tkáň

Po absolvování předmětu student/ka dokáže:

1. Rozlišit typy svalové tkáně (kosterní, srdeční, hladká) a popsat jejich hlavní strukturální a funkční rozdíly.
2. Popsat stavbu sarkomery a vysvětlit roli aktinu, myosinu, titinu a nebulinu v kontraktilitě.
3. Vysvětlit myosinový cyklus ve vztahu k hydrolýze ATP a konformační změně myosinu.
4. Popsat energetiku kosterního svalu (aerobní vs. anaerobní režim) a vysvětlit roli kreatinfosfátu a glykogenu.
5. Popsat vazivové obaly svalu (endo-, peri-, epimysium) a vysvětlit jejich mechanickou funkci.
6. Vysvětlit regulační mechanismy kontrakce kosterního svalu (neuromuskulární ploténka, T-tubuly, regulace Ca²⁺).
7. Vysvětlit patofyziologii myasthenia gravis na úrovni acetylcholinu a jeho receptoru.
8. Porovnat rychlá a pomalá svalová vlákna a uvést jejich funkční charakteristiky.
9. Vysvětlit regeneraci kosterního svalu a popsat roli satelitních buněk.
10. Popsat princip Duchennovy muskulární dystrofie a vysvětlit, proč jde o monogenní onemocnění s těžkým fenotypem.
11. Vysvětlit regulaci svalové hmoty (myostatin a jeho receptor; anabolické vs. katabolické dráhy).
12. Popsat strukturální specializace srdečního svalu (interkalární disky, Purkyňova vlákna) a vysvětlit jejich funkční význam.
13. Vysvětlit hypertrofii kardiomyocytů ve vztahu k regulaci buněčné velikosti a počtu jader.
14. Diskutovat regeneraci srdečního svalu a zhodnotit evidenci pro existenci dospělých kardiálních kmenových buněk.
15. Popsat lokalizaci a funkci hladké svaloviny (myometrium, GIT, cévy) a rozlišit její typy v trávicím systému.
16. Vysvětlit regulaci kontrakce hladkého svalu (MLCK) a popsat kontraktilní aparát (dense bodies, dense plaques).
17. Popsat autonomní inervaci hladkého svalu (varikozity, gap junctions) a aplikovat ji na příklad duhovky (sympatikus vs. parasympatikus).

 

I. Vazivo a extracelulární matrix

Po absolvování předmětu student/ka dokáže:

1. Vysvětlit roli extracelulární matrix v určení mechanických vlastností tkání a uvést příklady patologií spojených s genetickými změnami ECM (Ehlers-Danlos, Marfan) nebo s fibrózou.
2. Rozlišit hlavní typy ECM molekul (kolageny, elastin, proteoglykany) a vysvětlit princip elasticity elastinu.
3. Rozlišit fibroblast, fibrocyt a mesenchymální kmenovou buňku z hlediska funkce a fenotypu.
4. Klasifikovat vazivo na vlastní, podpůrné a vazivo se zvláštními vlastnostmi a uvést příklady.
5. Porovnat řídké a husté vazivo, popsat jejich buněčné složení a uvést lokalizace (lamina propria, dermis).
6. Popsat vazivové obaly svalů a nervů (endo-, peri-, epimysium; endo-, peri-, epineurium) a vysvětlit jejich funkční význam.
7. Rozlišit typy tukové tkáně (bílá, hnědá, béžová, růžová; uni- vs. multilokulární) a uvést jejich funkce a lokalizace.
8. Vysvětlit mechanismus „beiging“ bílé tukové tkáně a diskutovat vliv teploty a depot-specifických rozdílů.
9. Vysvětlit rozdíl mezi metabolicky zdravou a patologickou obezitou a uvést roli leptinu/ghrelinu v regulaci energetické homeostázy.
10. Interpretovat příklad epigenetické regulace adipogeneze (např. „hunger winter“, agouti mouse) a vysvětlit transgenerační souvislosti.
11. Vysvětlit termogenezi v hnědé tukové tkáni (uncoupling proteins) a porovnat její vlastnosti se svalem (inervace, akční potenciál).

 

J. Chrupavka, kost a zuby

Po absolvování předmětu student/ka dokáže:

1. Rozlišit typy chrupavky (hyalinní, elastická, vazivová) a vysvětlit roli proteoglykanů v hydrataci a mechanických vlastnostech.
2. Popsat chondroblasty a chondrocyty, jejich lokalizaci v lakunách a vysvětlit význam perichondria.
3. Vysvětlit, proč je chrupavka špatně vaskularizovaná, a zhodnotit důsledky pro regeneraci v dospělosti.
4. Popsat patologii meziobratlové ploténky (prolaps) na základě vlastností vazivové chrupavky.
5. Rozlišit chondrom, chondrosarkom a zánětlivé změny chrupavky.
6. Vysvětlit achondroplazii jako důsledek mutace FGFR3 a uvést relevantní zvířecí příklady.
7. Porovnat intramembranózní a enchondrální osifikaci.
8. Vyjmenovat hlavní buněčné typy kosti (osteoblast, osteocyt, osteoklast) a popsat jejich funkce.
9. Popsat složení kostní tkáně a vysvětlit podíl organické a minerální složky.
10. Vysvětlit hormonální regulaci mineralizace (kalcitonin vs. PTH).
11. Popsat osteon a Haversův systém a lokalizovat jednotlivé buněčné typy v kosti.
12. Vysvětlit remodelaci kosti a aplikovat ji na příklad změn při dlouhodobé mikrogravitaci (astronauti).
13. Popsat osteoklast jako syncytiální buňku odvozenou z monocytů a vysvětlit jeho roli v remodelaci, růstu lebky a erupci zubů.
14. Porovnat osteoporózu a osteopetrózu z hlediska buněčného mechanismu a fenotypu.
15. Rozlišit dentin a sklovinu, popsat jejich buněčný původ (ameloblasty vs. odontoblasty) a vysvětlit strukturální logiku jejich ukládání.
16. Vysvětlit, proč ameloblasty v dospělosti chybějí, a diskutovat důsledky pro regeneraci skloviny.

 

K. Krev, krvetvorba a lymfoidní orgány

Po absolvování předmětu student/ka dokáže:

1. Interpretovat základní kvantitativní parametry krve (počty buněk vs. buněčná masa) a porovnat turnover erytrocytů a neutrofilů.
2. Vyjmenovat hlavní funkce krve a popsat její buněčné složení.
3. Popsat mechanismus enukleace erytrocytů a rozlišit vývojová stadia (myelocyt/retikulocyt v kontextu erytropoézy dle vašeho kurzu).
4. Porovnat fetální a dospělý hemoglobin a vysvětlit rozdíly mezi savčími a nesavčími erytrocyty (nukleované vs. bezjaderné).
5. Popsat ontogenetické vlny hematopoézy a vysvětlit jejich význam.
6. Vysvětlit patofyziologii srpkovité anémie a talasémie jako poruch hemoglobinu.
7. Vysvětlit regulaci hematokritu a interpretovat vybrané příklady adaptačních mechanismů (EPO/EPO-R, vysokohorské adaptace apod.).
8. Zodpovědět a obhájit otázku, zda jsou erytrocyty „živé“ buňky na základě buněčné struktury a funkce.
9. Popsat vznik destiček z megakaryocytů (včetně ploidie a lokalizace) a rozlišit pojmy trombocyt vs. thrombocyte.
10. Vysvětlit roli destiček v hemostáze i v regeneraci tkání a uvést příklady jejich interakce s mikroorganismy.
11. Rozlišit granulocyty (neutrofil, eosinofil, basofil) a popsat jejich granula a funkční specializace.
12. Popsat migraci neutrofilů do zánětu, chemotaxi, fagocytózu opsonizovaných bakterií a vysvětlit mechanismus oxidačního vzplanutí.
13. Vysvětlit netózu (NETosis) a zhodnotit, kdy je pro organismus přínosná a kdy může být škodlivá.
14. Vysvětlit roli eosinofilů v antiparazitární odpovědi a interpretovat pojem eosinofilie.
15. Vysvětlit mechanismus degranulace basofilů, popsat jejich Ig receptor a porovnat basofil vs. mastocyt.
16. Popsat diferenciaci monocytů na makrofágy a dendritické buňky a uvést osteoklast jako příklad derivátu monocytární linie.
17. Rozlišit tkáňové rezidentní a z monocytů doplňované makrofágy a vysvětlit princip jejich polarizace (pro-mikrobiální vs. reparativní).
18. Vysvětlit roli dendritických buněk jako profesionálních APC a zdůvodnit, proč propojují vrozenou a adaptivní imunitu.

Poslední úprava: Šebková Nataša, RNDr., Ph.D. (27.01.2026)

angličtina

Histology/Cytology — LEARNING OUTCOMES

 

A. Core principles of functional histology

After completing the course, the student will be able to:

1. Define a stem cell and distinguish stem cell types by potency (toti-, pluri-, multi-, oligo-, bi-, unipotent) and by origin (embryonic, adult, induced).
2. Explain the principle of polarised cell division and describe the role of the niche in maintaining stemness.
3. List and briefly explain key stem cell hallmarks (e.g., telomerase activity, autophagy, mitochondrial silencing, absence of circadian rhythmicity).
4. Describe the biological logic of cellular turnover in different tissues and justify why some tissues require stem cell–based renewal.
5. Using examples, explain the differences between multipotent, oligopotent, bipotent and unipotent stem cells (e.g., haematopoiesis, pericytes/MSC, small intestine crypts, CNS, mammary gland, thymus, epidermis, spermatogenesis).
6. Explain the principle of induced pluripotent stem cells (iPSC) and describe the role of Yamanaka transcription factors in reprogramming.
7. Describe the concept of organoids, provide examples of their use, and explain how they differ from conventional cell cultures.
8. Explain the principle of blastocyst complementation using a specific example and discuss its potential for transplantation medicine.
9. Define microchimerism, distinguish its major types, and explain how this phenomenon can be experimentally tracked (e.g., using fluorescent proteins).
10. Define and illustrate examples of metaplasia and explain its relationship to tissue adaptation and pathology.

 

B. Epithelia and their functional organisation

After completing the course, the student will be able to:

1. List key characteristics of epithelia and explain why epithelia are functionally essential despite their relatively small contribution to body mass.
2. Describe epithelial cell polarity and distinguish apical vs. basolateral membrane domains, including their functional consequences.
3. Explain why the basal lamina is essential for maintaining epithelial polarity.
4. Classify epithelia by layering and cell shape (simple vs. stratified; squamous/cuboidal/columnar) and provide typical locations for each type.
5. Differentiate and describe specialised epithelia (pseudostratified, transitional, trabecular, reticular) and justify their functional logic.
6. Describe the mesothelium, identify its locations, and explain examples of epithelial metaplasia (e.g., smoking-related airway metaplasia; Barrett’s oesophagus).
7. Compare epithelial renewal rates in selected epithelia and provide an example of an epithelium with low regenerative capacity (e.g., corneal endothelium).
8. Explain the evolutionary and embryological origin of epithelia and discuss their relationships to other cell types (myoepithelium, neuroepithelium).
9. Describe EMT/MET processes and state their significance in regeneration, development and cancer biology.
10. Differentiate major apical specialisations (microvilli vs. cilia) and assign their cytoskeletal basis (actin vs. tubulin).
11. Explain the function of the primary cilium and provide an example of a ciliopathy (e.g., Kartagener syndrome), including a basic pathophysiological explanation.
12. Explain epithelial roles in water transport and apply aquaporin regulation to a specific example (e.g., ADH in the kidney; diabetes insipidus).
13. Describe the molecular mechanism of cystic fibrosis as a disorder of epithelial ion and water transport.

 

C. Glandular epithelium and secretion

After completing the course, the student will be able to:

1. Differentiate exocrine vs. endocrine glands and explain how some organs combine both functions (e.g., hepatocytes).
2. Classify glands as unicellular vs. multicellular and provide examples including functional relevance.
3. Differentiate secretion modes (merocrine, apocrine, holocrine) and match them to specific organs or situations.
4. Describe the function and distribution of goblet cells in the intestinal epithelium and explain their contribution to barrier function.
5. Explain key features of the mammary gland (secretion type, development, involution/proliferative cycle) and discuss its relationship to stem cells and organoids.
6. Describe myoepithelial cells, identify their locations, and explain their role in expelling secretions.
7. Describe tear film composition and explain why it results from the combined contribution of multiple glandular structures.

 

 

D. Gastrointestinal tract as a composite organ

After completing the course, the student will be able to:

1. Describe the layered organisation of the gastrointestinal tract and explain why the GI tract is a “composite organ”.
2. List major intestinal epithelial cell types and describe their functions (enterocytes, goblet cells, Paneth cells, enteroendocrine cells, tuft cells, M cells, etc.).
3. Explain the functional logic of crypts and villi in the small intestine and describe the localisation and fate of intestinal stem cells.
4. Compare epithelia of the oral cavity, oesophagus, stomach, small intestine, large intestine and rectum with respect to structure, mechanical load and absorptive function.
5. Explain the principle of surface enlargement in the GI tract and apply it to specific regions of the digestive tube.
6. Describe cellular and functional specialisation of the gastric mucosa and explain the role of parietal cells in generating low pH.

 

E. Endothelium and the vessel wall

After completing the course, the student will be able to:

1. Describe the structure of the vessel wall and explain cooperation between endothelium, smooth muscle and connective tissue.
2. Provide examples of avascular tissues (e.g., cornea, hyaline cartilage) and justify how their nutrition is ensured.
3. Explain the origin of vascular valves as endothelial derivatives.
4. Differentiate types of fenestrated endothelium and provide examples (e.g., liver, including the role of Kupffer cells).
5. Explain the principle of primary urine filtration as a result of cooperation between endothelium and podocytes.
6. Describe the blood–brain barrier and explain the role of astrocytes in its function.
7. Explain angiogenesis under hypoxia (HIF/VEGF) and differentiate arterial vs. venous endothelium (ephrin-B2 vs. ephrin-B4).
8. Describe atherosclerosis pathogenesis as an inflammatory process and explain foam cell formation and histological changes of the vessel wall.

 

 

 

 

F. Epidermis and cutaneous derivatives

After completing the course, the student will be able to:

1. Describe the basic layers of the skin (epidermis, dermis, hypodermis) and compare thin vs. thick skin.
2. List epidermal cell types, describe their localisation, and explain their functions.
3. Explain the role of unipotent epidermal stem cells and describe keratinocyte differentiation into corneocytes including renewal kinetics.
4. Explain tattoo persistence based on the role of tissue-resident macrophages.
5. Describe Merkel cells and explain their links to tumour biology (including Merkel cell polyomavirus).
6. Describe Langerhans cells and explain their function in cutaneous immune surveillance.
7. Explain melanocyte origin from the neural crest and describe regulation of melanogenesis (melanosomes; transport to keratinocytes).
8. Explain causes of hair greying and discuss the role of melanosomal pH.
9. Differentiate pigmentation disorders (e.g., albinism, vitiligo, Waardenburg syndromes) and describe their biological basis at cellular and genetic levels.
10. Explain principles of skin mechanics (papillary ridges, Langer’s lines) in relation to connective tissue.
11. Explain the principle of cytokeratinopathies and apply it to epidermolysis bullosa simplex, including consideration of potential gene-therapy approaches.

 

G. Neuroepithelia and sensory systems

After completing the course, the student will be able to:

1. Explain why neuroepithelium is functionally and developmentally derived from polarised epithelium.
2. Provide examples of “sensory receptor” expression in non-sensory tissues (e.g., olfactory receptors in sperm; opsins in melanocytes; chemosensory receptors in tuft cells).
3. Describe organisation of the olfactory neuroepithelium, explain the “one receptor per cell” principle, and describe axonal projections to the olfactory bulb (bulbus olfactorius).
4. Explain combinatorial receptor coding in olfaction and discuss interspecies differences.
5. Describe gustatory neuroepithelium (papillae, taste bud, taste pore) and differentiate receptor cell types and receptor classes.
6. Describe cochlear functional morphology and explain hair cells as mechanoreceptors.
7. Explain mechanotransduction and provide an example of a genetic cause of hearing impairment (e.g., connexin mutations).
8. Describe the functional logic of ocular histology/anatomy (cornea, lens, iris, retina, pigmented epithelium) in relation to light processing.
9. Explain regeneration of 11-cis-retinal and describe the role of pigmented epithelium and Müller cells.
10. Differentiate rods vs. cones, explain outer segment origin from cilia, and describe their distribution within the retina.
11. Explain photoreceptor signal transduction and discuss species-specific differences in vision (including tetrachromacy).

 

H. Muscle tissue

After completing the course, the student will be able to:

1. Differentiate muscle tissue types (skeletal, cardiac, smooth) and describe their main structural and functional differences.
2. Describe sarcomere structure and explain the roles of actin, myosin, titin and nebulin in contractility.
3. Explain the myosin cycle in relation to ATP hydrolysis and conformational change of myosin.
4. Describe skeletal muscle energetics (aerobic vs. anaerobic) and explain roles of creatine phosphate and glycogen.
5. Describe connective tissue sheaths of muscle (endo-, peri-, epimysium) and explain their mechanical function.
6. Explain regulatory mechanisms of skeletal muscle contraction (neuromuscular junction, T-tubules, Ca²⁺ regulation).
7. Explain the pathophysiology of myasthenia gravis at the level of acetylcholine and its receptor.
8. Compare fast vs. slow muscle fibres and state their functional characteristics.
9. Explain skeletal muscle regeneration and describe the role of satellite cells.
10. Describe Duchenne muscular dystrophy and explain why it is a monogenic disease with a severe phenotype.
11. Explain regulation of muscle mass (myostatin and its receptor; anabolic vs. catabolic pathways).
12. Describe cardiac muscle specialisations (intercalated discs, Purkinje fibres) and explain their functional significance.
13. Explain cardiomyocyte hypertrophy in relation to regulation of cell size and nuclear number.
14. Discuss cardiac muscle regeneration and evaluate evidence for the existence of adult cardiac stem cells.
15. Describe localisation and function of smooth muscle (myometrium, GI tract, vessels) and differentiate its types within the digestive system.
16. Explain regulation of smooth muscle contraction (MLCK) and describe the contractile apparatus (dense bodies, dense plaques).
17. Describe autonomic innervation of smooth muscle (varicosities, gap junctions) and apply it to the iris as an example (sympathetic vs. parasympathetic control).

 

I. Connective tissue and extracellular matrix

After completing the course, the student will be able to:

1. Explain how extracellular matrix determines mechanical properties of tissues and provide examples of ECM-related pathologies (Ehlers–Danlos, Marfan) or fibrosis.
2. Differentiate major ECM molecule classes (collagens, elastin, proteoglycans) and explain the principle of elastin elasticity.
3. Differentiate fibroblast, fibrocyte and mesenchymal stem cell with respect to function and phenotype.
4. Classify connective tissue into proper connective tissue, supporting connective tissue, and connective tissue with special properties, and provide examples.
5. Compare loose vs. dense connective tissue, describe their cellular composition, and state typical locations (lamina propria, dermis).
6. Describe connective tissue sheaths of muscles and nerves (endo-, peri-, epimysium; endo-, peri-, epineurium) and explain their functional significance.
7. Differentiate adipose tissue types (white, brown, beige, pink; uni- vs. multilocular) and state their functions and localisation.
8. Explain “beiging” of white adipose tissue and discuss effects of temperature and depot-specific differences.
9. Explain the difference between metabolically healthy and pathological obesity and state the role of leptin/ghrelin in energy homeostasis regulation.
10. Interpret an example of epigenetic regulation of adipogenesis (e.g., “hunger winter”, agouti mouse) and explain transgenerational links.
11. Explain thermogenesis in brown adipose tissue (uncoupling proteins) and compare its properties with muscle (innervation, action potential).

 

J. Cartilage, bone and teeth

After completing the course, the student will be able to:

1. Differentiate cartilage types (hyaline, elastic, fibrocartilage) and explain the role of proteoglycans in hydration and mechanical properties.
2. Describe chondroblasts and chondrocytes, their localisation in lacunae, and explain the significance of the perichondrium.
3. Explain why cartilage is poorly vascularised and evaluate consequences for regeneration in adulthood.
4. Describe intervertebral disc pathology (prolapse) based on fibrocartilage properties.
5. Differentiate chondroma, chondrosarcoma and inflammatory changes of cartilage.
6. Explain achondroplasia as a consequence of FGFR3 mutation and provide relevant animal examples.
7. Compare intramembranous vs. endochondral ossification.
8. List major bone cell types (osteoblast, osteocyte, osteoclast) and describe their functions.
9. Describe bone tissue composition and explain contributions of organic vs. mineral components.
10. Explain hormonal regulation of mineralisation (calcitonin vs. PTH).
11. Describe the osteon and Haversian system and localise individual bone cell types within bone.
12. Explain bone remodelling and apply it to changes under long-term microgravity (astronauts).
13. Describe osteoclasts as syncytial cells derived from monocytes and explain their role in remodelling, skull growth and tooth eruption.
14. Compare osteoporosis and osteopetrosis in terms of cellular mechanism and phenotype.
15. Differentiate dentin vs. enamel, describe their cellular origin (ameloblasts vs. odontoblasts), and explain the structural logic of their deposition.
16. Explain why ameloblasts are absent in adults and discuss consequences for enamel regeneration.

 

K. Blood, haematopoiesis and lymphoid organs

After completing the course, the student will be able to:

1. Interpret key quantitative blood parameters (cell counts vs. cell mass) and compare erythrocyte vs. neutrophil turnover.
2. List main functions of blood and describe its cellular composition.
3. Describe the mechanism of erythrocyte enucleation and differentiate developmental stages (myelocyte/reticulocyte in the context of erythropoiesis as defined in the course).
4. Compare fetal vs. adult haemoglobin and explain differences between mammalian and non-mammalian vertebrate erythrocytes (nucleated vs. enucleated).
5. Describe ontogenetic waves of haematopoiesis and explain their significance.
6. Explain pathophysiology of sickle cell anaemia and thalassaemia as haemoglobin disorders.
7. Explain haematocrit regulation and interpret selected examples of adaptive mechanisms (EPO/EPO-R, high-altitude adaptations, etc.).
8. Answer and defend whether erythrocytes are “living” cells based on cell structure and function.
9. Describe platelet formation from megakaryocytes (including ploidy and localisation) and differentiate the terms platelet/trombocyt vs. thrombocyte.
10. Explain platelet roles in haemostasis and tissue regeneration and provide examples of platelet interactions with microorganisms.
11. Differentiate granulocytes (neutrophils, eosinophils, basophils) and describe their granules and functional specialisation.
12. Describe neutrophil migration into inflamed tissues, chemotaxis and phagocytosis of opsonised bacteria, and explain oxidative burst.
13. Explain NETosis and evaluate when it is beneficial vs. harmful for the organism.
14. Explain eosinophil roles in anti-parasitic responses and interpret eosinophilia.
15. Explain basophil degranulation, describe their Ig receptor, and compare basophils vs. mast cells.
16. Describe differentiation of monocytes into macrophages and dendritic cells and cite osteoclasts as an example of a monocyte-derived lineage.
17. Differentiate tissue-resident macrophages vs. macrophages continuously replenished from monocytes and explain macrophage polarisation (microbicidal vs. reparative).
18. Explain the role of dendritic cells as professional antigen-presenting cells (APCs) and justify why they bridge innate and adaptive immunity.

 

Poslední úprava: Šebková Nataša, RNDr., Ph.D. (27.01.2026)