This course provides a comprehensive technical foundation in protein engineering and synthetic biology, covering the entire workflow from gene manipulation and heterologous expression to advanced library screening, genetic code expansion, and the design of synthetic metabolic circuits.
Last update: Gáliková Kristýna, Mgr. et Mgr., DiS. (12.03.2026)
Literature -
Protein Engineering and Design by Sheldon J. Park and Jennifer Cochran (2024)
Last update: Gáliková Kristýna, Mgr. et Mgr., DiS. (12.03.2026)
Protein Engineering and Design by Sheldon J. Park and Jennifer Cochran (2024)
Last update: Gáliková Kristýna, Mgr. et Mgr., DiS. (12.03.2026)
Requirements to the exam
2 assignments / homeworks
final grade: 25+25% for assignments, 50% final exam
Last update: Hlouchová Klára, Mgr., Ph.D. (17.02.2021)
Syllabus
Introduction (why protein engineering?, antibodies as an example of engineered proteins), DNA sources and manipulation
Last update: Hlouchová Klára, Mgr., Ph.D. (07.10.2020)
Learning outcomes -
Learning outcomes
After completing the course, the student will be able to:
Explain and apply fundamental concepts of protein engineering and synthetic biology, and describe a typical workflow of recombinant protein production and modification, from the DNA source to functional characterization.
Design an appropriate plasmid or expression cassette and select a suitable cloning strategy (e.g. restriction cloning, Golden Gate, Gibson assembly), including appropriate controls and verification steps.
Select and justify an expression system (E. coli, yeast, insect, mammalian, or in vitro) and key expression parameters with respect to the properties of the target protein (post-translational modifications, disulfide bond formation, toxicity, solubility, complex formation).
Design a basic workflow for heterologous protein production, including cell lysis or medium concentration, considerations specific to secreted proteins and insoluble inclusion bodies, and selection of an appropriate purification strategy.
Select and combine chromatographic methods (affinity, ion-exchange, hydrophobic interaction, size-exclusion chromatography, etc.) and interpret their principles and practical effects on purity and yield of the target protein.
Design experiments for basic protein characterization (purity, concentration, oligomerization/dispersity, function, stability) and critically evaluate data quality (controls, reproducibility, methodological limitations).
Describe and compare cell-free protein synthesis systems, contrast reconstituted systems with cell lysates, and discuss their advantages, limitations, and typical applications (e.g. parallel library expression, work with toxic proteins, expanded genetic codes).
Explain the principles of expanded or alternative genetic codes (codon reassignment, orthogonal aaRS/tRNA pairs) and discuss the experimental implications and limitations of these approaches.
Design strategies for DNA/protein sequence diversification (targeted or saturation mutagenesis, degenerate oligonucleotide design, error-prone PCR, gene shuffling), including estimation of library size and practical limitations of sequence space coverage.
Distinguish and apply the concepts of screening versus selection, define genotype–phenotype linkage, and describe the principles of selected display methods (phage, ribosome, mRNA, cDNA display; compartmentalization).
Explain the motivation and approaches to minimal genomes and synthetic cells (top-down vs. bottom-up) and critically discuss the limits of predictability in cellular systems (e.g. enzyme promiscuity, pathway bypasses).
Design, at a conceptual level, a simple synthetic biology system (metabolic pathway or gene circuit), define success metrics, and identify key risks (cellular burden, context dependence, construct stability).
Assessment of learning outcomes
Achievement of the learning outcomes is assessed through continuous questioning and short quizzes during classes, two independent assignments focused on knowledge application and experimental strategy design, and a final oral examination. Assessment is point-based, with a minimum number of points required for successful course completion.
Last update: Hlouchová Klára, Mgr., Ph.D. (21.01.2026)
Student/ka po absolvování předmětu dokáže:
Vysvětlit a použít základní pojmy proteinového inženýrství a syntetické biologie a popsat typický workflow rekombinantní produkce a modifikací proteinů (od zdroje DNA po funkční charakterizaci).
Navrhnout vhodný typ plazmidu/expresní kazety a zvolit klonovací strategii (např. restrikční klonování, Golden Gate, Gibson apod.) včetně kontrol a verifikace.
Zvolit a zdůvodnit použitý expresní systém (E. coli/yeast/insect/mammalian/in vitro), klíčové parametry exprese s ohledem na vlastnosti cílového proteinu (PTM, disulfidy, toxicita, rozpustnost, tvorba komplexů).
Navrhnout základní workflow pro heterologní produkci proeinů zahrnující lýzu buněk /koncentraci média, specifika pro sekretované proteiny a nerozpustná inkluzní tělíska a zvolit odpovídající strategii purifikace.
Vybrat a kombinovat chromatografické metody (afinitní/IEX/HIC/SEC aj.) a interpretovat jejich principy a praktické dopady na čistotu a výtěžek cílového proteinu.
Navrhnout experimenty pro základní charakterizaci proteinu (čistota, koncentrace, oligomerizace/disperzita, funkce, stabilita) a kriticky vyhodnotit kvalitu dat (kontroly, reprodukovatelnost, limity metody).
Popsat a porovnat cell-free syntézu proteinů, porovnat systémy rekonstituované vs. buněčné lyzáty, jejich výhody/limity a typické aplikace (např. paralelní exprese knihoven, práce s toxickými proteiny, rozšířený genetický kód).
Vysvětlit principy rozšířeného/alternativního genetického kódu (codon reassignment, orthogonální aaRS/tRNA páry) a diskutovat experimentální důsledky a omezení těchto přístupů.
Navrhnout strategii diverzifikace sekvencí DNA/proteinů (cílená/saturační mutageneze, návrh degenerovaných oligonukleotidů, error-prone PCR, gene shuffling) včetně odhadu velikosti knihovny a praktických omezení pokrytí sekvenčního prostoru.
Rozlišit a aplikovat koncepty screeningu vs. selekce, definovat propojení genotyp-phenotyp a popsat principy vybraných display metod (fágový/ribosomální/mRNA/cDNA; kompartmentalizace).
Vysvětlit motivaci a přístupy k minimalním genomům a syntetickým buňkám (top-down vs. bottom-up), a kriticky diskutovat limity predikovatelnosti buněčných systémů (např. enzymová promiskuita, bypass dráhy).
Navrhnout na koncepční úrovni jednoduchý systém syntetické biologie (metabolická dráha nebo genový obvod), formulovat metriky úspěchu a identifikovat klíčová rizika (burden, context-dependence, stabilita konstruktu).
Ověření dosažení výsledků učení
Dosažení výsledků učení je ověřováno průběžnými otázkami/krátkými kvízy během výuky, dvěma samostatnými úlohami (zaměřenými na aplikaci znalostí a návrh experimentální strategie) a závěrečnou ústní zkouškou; hodnocení je bodové s požadavkem minimálního bodového zisku pro úspěšné absolvování.
Last update: Hlouchová Klára, Mgr., Ph.D. (21.01.2026)
